UV-inaktivering av fiskepatogene mikroorganismer i inntaksvann til oppdrettsnæringen

Er gjeldende krav til UV-dose tilstrekkelig for sikker inaktivering av patogener i inntaksvann? For å få svar på dette spørsmålet undersøkte vi UV-inaktivering av patogener i forskjellige vannkvaliteter under kontrollerte laboratoriebetingelser, som en del av FHF-prosjektet Biosikkerhet i RAS (BRAS). Resultatene viser tydelig hvor viktig det er å velge UV-system basert på vannkvaliteten som skal desinfiseres, samt benytte tilstrekkelig UV-dose i forhold til den aktuelle vannkvaliteten og hvilke fiskepatogene mikroorganismer som skal inaktiveres.

Stephanie Delacroix (NIVA), Simon Weli (VI), Sonal Patel (VI) og Ole Kristian Hess-Erga (NIVA)

stephanie.delacroix@niva.no

Desinfisering av inntaksvann

De aller fleste landbaserte oppdrettsanlegg desinfiserer inntaksvannet ifølge forskrifts­krav FOR-1997-0220-192 (Forskrift om desinfeksjon av inntaksvann til og avløpsvann fra akvakulturrelatert virksomhet – Lovdata) for å redusere risikoen for inntak av patogene mikroorganismer. På tross av dette, kan smittsomme agens finne veien inn i anlegget og smitte fisk. Hvordan de patogene mikroorganismer introduseres til anlegget er mangelfullt dokumentert, men kan være forårsaket av sviktende biosikkerhetsrutiner og -tiltak. En av inngangsportene kan være via inntaksvannet, selv om de aller fleste anleggene desinfiserer dette vannet med UV-lys (ultrafiolett). 

Alle anlegg for-filtrerer inntaksvannet, for på den måten redusere mengden partikler slik at UV-bestrålingen blir mer effektiv, men det er stor variasjon i graden av for-filtrering mellom anleggene. Kvaliteten på vannet som skal desinfiseres kan i tillegg variere betydelig gjennom sesongen, samt avhenge av geografisk plassering og om det benyttes ferskvann eller sjøvann. Behovet for mengde inntaksvann varierer også, spesielt mellom gjennomstrømmingsanlegg og RAS, og naturlig nok fiskeproduksjonen og anleggsstørrelsen. Dette kan ha betydning for hvilken desinfeksjonsmetode som bør benyttes og hvilken desinfeksjonskapasitet som kreves for å oppnå tilstrekkelig inaktivering av mikroorganismer og biosikker produksjon av fisk. 

Den mest utbredte desinfeksjonsmetoden for inntaksvann, er UV-lamper, enten lavtrykks-UV (LP-UV) eller mellomtrykks-UV (MP-UV). Slike UV-systemer skal være typegodkjent iht. kravene i forskriften om desinfeksjon av vann for akvakultur. Kravet til UV-dose i akvakultur er minimum 25 mJ/cm² etter forfiltrering med ≤300µm lysåpning. Intervjuer av representanter fra næringen indikerer bl.a. at det ofte benyttes betydelig høyere UV-doser, ca. 100–600 mJ/cm², og at det er generell usikkerhet rundt smittefaren ved mangelfull desinfisering av inntaksvannet (Larsen mfl. 2024).

Som en del av BRAS-prosjektet har det derfor blitt gjennomført laboratorieforsøk med UV-dose-respons i næringsrelevante inntaksvann og tre utvalgte fiskepatogene mikroorganismer. Forsøkene har vært basert på den initiale kartleggingen av vanlig biosikkerhetspraksis i RAS (Larsen mfl. 2024) og funnene fra en litteraturundersøkelse om minimum UV-inaktiveringsdoser. 

Slik kunnskap er viktig for å avklare om gjeldende krav til UV-dose er tilstrekkelig eller om det må benyttes høyere UV-dose for sikker inaktivering av patogener i inntaksvannet.

Hva kan litteraturen fortelle oss?

Litteraturgjennomgangen av vitenskapelige publikasjoner indikerer stor forskjell i følsomhet overfor UV-bestråling blant fiskepatogene mikroorganismer, og at det finnes færre studier hvor MP-UV lampe er benyttet i forhold til LP-UV lampe, for de tre utvalgte fiskepatogene (Tabell 1). Faktorer som vannets UV-transmisjon (UVT) kan nok også forklare noe av variasjonen som ble observert i disse studiene.

Tabell 1. Minimum UV-doser med mellomtrykks-UV (MP-UV) og lavtrykks-UV (LP-UV) for 99.9 % inaktivering av de 3 utvalgte fiskepatogene i både sjøvann (blå) og ferskvann (grønn). Kilder: (1) de Matos Guerreiro 2020. (2) Liltved mfl. 2006. (3) Øye og Rimstad 2001. (4) Justad 2021. (5) Smail mfl. 2004. (6) Bullock og Stuckey 1977, Liltved og Landfald 1996.

99.9 % av både bakterien Yersinia ruckeri og infeksiøs lakseanemi virus (ILAV) blir inaktivert med lave doser (3.3-24 mJ/cm²), i både sjøvann og ferskvann med LP-UV og MP-UV. For infeksiøs pankreas nekrosevirus (IPNV) indikerer litteraturgjennomgangen at det kreves 20–100 ganger høyere UV-doser (>200 mJ/cm²) når det brukes LP-UV for tilsvarende inaktivering (de Matos Guerreiro 2020 og Liltved mfl. 2006). Liltved mfl. (1995) viser også 99.9 % inaktivering av IPNV i brakkvann (15 promille, blanding av innsjøvann og sjøvann) med 119–122 mJ/cm² LP-UV doser. Vannets saltholdighet ser derfor ut til å påvirke UV-effektiviteten i mindre grad. 

Bakterier er generelt sensitive for UV-be­stråling ved relativt lave UV-doser. For virus varierer UV-toleranse mer. Større orga­nismer som parasitter er generelt mer hardføre (Liltved mfl. 2011). Generelt kan UV-inaktivering av mikroorganismer oppsummeres slik: 

– Bakterier: ca. <25 mJ/cm²

– Virus: stor variasjon fra ca. <10 til >200 mJ/cm²

– Parasitter: ca. >1000 mJ/cm²

Vi vet også at UVT er det viktigste vannkvalitetsparameteren som påvirker UV-effekten. Lav UVT i vannet fører til lavere effekt av UV-behandlingen (ofte kalt skyggeeffekt) og motsatt ved høy UVT. UVT er et uttrykk for hvor mye UV-lys ved 254 nm som absorberes av vannet i en 1 cm bred kvartskyvette (Abs = -2x log UVT % per cm). UV lyset kan bli absorbert og/eller spredt av suspendert partikler (>0.45 µm) i vannet, men spesielt av løste stoffer (<0.45 µm). Løste stoffer gir farge til vannet (f.eks. humus i ferskvann) og kan i liten grad filtreres bort med vanlig for-filtrering (vanligvis filter med lysåpning 150–300 µm i akvakultur). Dette er en av grunnene hvorfor det er viktig med stabile og gode vannkilder til landbaserte oppdrettsanlegg, året rundt. Mange landbasert oppdrettsanleggene benytter sjøvann fra 60 til 150 meters dyp, hvor vannkvaliteten er relativt god og stabil. Ferskvannskildene varierer mer da det ofte benyttes ferskvann som påvirkes av nedbørsfeltet, eller issmeltingsperioder og kan ha betydelige sesongvariasjoner. 

Forteller nye dose-respons forsøk med næringsrelevant inntaksvann noe annet?

Noen av de vitenskapelige publikasjonene (de Matos Guerreiro 2020, Liltved & Landfald 1996, Bullock & Stuckey 1977) ble gjennomført med syntetisk ferskvann og/eller sjøvann med høy UVT, mens vi gjennomførte dose-respons forsøk med næringsrelevant inntaksvann og dermed naturlig og varierende UVT. Det ble benyttet fire ulike inntaksvann (Tabell 2); tre ferskvannskvaliteter (Svartediket innsjøvann fra ILAB, brønnvann fra NIVAs forskningsstasjon på Solbergstrand (NFS) og inntaksvann (drikkevann) fra NMBUs forskningsanlegg på Ås), samt en sjøvannskvalitet (50m dypt Oslofjord fra NIVAs forskningsstasjon på Solbergstrand). 

Litteraturgjennomgangen viste at IPNV er blant de mest hardføre fiskepatogene (Tabell 1). Hvis UV-dosen er høy nok til å inaktivere IPNV, er det sannsynlig at de 2 andre utvalgte fiskepatogene (Y. ruckeri og ILAV) også blir inaktivert med samme dose. Vi brukte derfor IPNV fra Veterinærinstituttet sin kultursamling (Ørpetveit mfl. 2008) i alle dose-respons forsøkene. 

Tabell 2. Forskjellige vannkvalitetsparameter i de ulike inntaksvannene. SV = sjøvann (blå) og FV = ferskvann (grønn). POC = partikulært organisk karbon, DOC = løst organisk karbon, TOC = total organisk karbon, STS = suspendert totalt stoff, UVT = UV-transmisjon, Gj. = gjennomsnitt.

I forsøkene ble det benyttet to collimated beam-oppsett (CB) iht. standard metodikk (Bolton og Linden 2003); den ene med en polykromatisk (200-300 nm) MP-UV lampe (800 W, 120 W i UVC-lysområdet, Best UV, Nederland) og den andre med en monokromatisk (254 nm) LP-UV lampe (15 W, 3,5 W i UVC-lysområdet, Philips Ltd., Nederland). UV-intensiteten (UVI) ble målt med en kalibrert UVI-sensor X25 (Analytikjena, Upland, California, USA). UV-dosen (UVD) ble beregnet som produktet av UVI og eksponeringstiden iht. Bolton og Linden 2003. Da UV-intensiteten fra lampen var konstant, ble prøven bestrålt med forskjellige UV-doser ved å variere eksponeringstid. Hver vannprøve ble tilsatt IPNV til sluttkonsentrasjon 104,6 TCID₅₀/ml IPNV før UV-behandling. Etter endt eksponering ble det overført 2 x 250 µl til sterile rør som ble lagret ved -80 °C inntil analyse. Positive kontrollprøver var inntaksvann tilsatt IPNV, men uten UV-behandling. Negative kontrollprøver var inntaksvann uten IPNV og uten UV-behandling.

Tre dose-respons forsøk

Det ble gjennomført tre dose-respons forsøk. I forsøk 1, ble det benyttet fire ulike vannkvaliteter. I forsøk 2 og 3, ble tre av disse vannkvalitetene undersøkt på nytt. Effekten av UV-bestråling ble i første omgang vurdert semikvantitativt, en visuell vurdering av infektive IPN virus på BF-2 celler med indirekte immunofluorescens antistoff test (IFAT) (Tapia mfl. 2015, Weli mfl. 2021). Basert på de semikvantitative resultatene ble vannprøvene med lavest UVT, analysert på nytt. Denne gangen ble det benyttet en kvantitativ metode, hvor mengden infektive IPN virus ble bestemt ved endepunkts-titrering (TCID₅₀).

Forsøk 1

Resultatene fra de fire vannkvalitetene tilsatt IPNV i forsøk 1, viste at 12–74 mJ/cm² med MP-UV var tilstrekkelige for ingen deteksjon av IPNV (Tabell 3). Dette doseintervallet var sammenfallende med et tidligere publisert studie med MP-UV (56.4 mJ/cm², de Matos Guerreiro 2020), for øvrig det eneste studiet vi fant med tilsvarende oppsett (MP-UV CB) som oss. Med LP-UV ble tilsvarende inaktivering av IPNV oppnådd med 27–59 mJ/cm² i vannprøver med 95–96 % UVT per cm og med 227–238 mJ/cm² i prøvene med 71–86 % UVT per cm (Tabell 4). Resultatene fra prøvene med lave UVT stemmer godt med tidligere studier utført med LP-UV; 118.8-246 mJ/cm², uavhengig av salinitet, men for høy UVT avviker funnene våre fra litteraturen (Tabell 1). Ulike IPNV analysemetoder og testvannkvalitet kan sannsynligvis forklare forskjellene som observeres mellom tidligere studier og våre forsøk. 

Tabell 3. Semikvantitative resultater fra forsøk 1 med ulike doser MP-UV i en sjøvannskvalitet (blå) og tre forskjellige ferskvannskvaliteter (grønn). Plusstegn (+) og mørk farge indikerer tilstedeværelse av infektive IPNV. Minustegn (-) og lys farge indikerer manglende påvisning. CB = collimated beam. Korr. UVD = korrigert UV-dose iht. Bolten og Linden, 2003.

De semikvantitative resultatene fra alle prøvene indikerte systematisk like eller lavere UV-doser med MP-UV (Tabell 3) enn med LP-UV (Tabell 4) som er nødvendig for å inaktivere de IPNV, i overensstemmelse med tidligere studier (Tabell 1). Størst forskjell mellom MP-UV og LP-UV ble observert i ferskvannet fra NMBU med UVT på 86 % per cm, hvor resultatene indikerte hhv. 12 mJ/cm² og 238 mJ/cm² for inaktivering av IPNV (under deteksjonsgrensen). 

Tabell 4. Semikvantitative resultater fra forsøk 1 med ulike doser LP-UV i en sjøvannskvalitet (blå) og tre forskjellige ferskvannskvaliteter (grønn). Plusstegn (+) og mørk farge indikerer tilstedeværelse av infektive IPNV. Minustegn (-) og lys farge indikerer manglende påvisning. CB = collimated beam. Korr. UVD = korrigert UV-dose iht. Bolten og Linden, 2003.

Forsøk 2 og 3

Basert på de semikvantitative resultatene fra forsøk 1, ble 3 av 4 inntaksvann valgt, iht. salinitet og UVT, for gjentatte dose-respons forsøk (Forsøk 2 og 3). Disse forsøkene ble utført på samme dag og med samme vannprøve for hvert inntaksvann. Det er kun resultatene fra vannprøven med lavest UVT som vises her (Tabell 5) og resultatene var identiske for de 2 forsøkene. 

Tabell 5. Semikvantitative resultater fra forsøk 2 og 3 med ulike doser LP- og MP-UV i en ferskvannskvalitet med 76 % UVT per cm (ILAB FV). Plusstegn (+) og mørk farge indikerer tilstedeværelse av infektive IPNV. Minustegn (-) og lys farge indikerer manglende påvisning. CB = collimated beam. Korrigert UVD = korrigert UV-doser iht. Bolten et Linden, 2003.

Sammenliknet med forsøk 1 indikerer resultatene fra forsøk 2 og 3 med ferskvann fra ILAB noe høyere inaktiveringseffekt, muligens pga. høyere UVT i forsøk 2 og 3. De samlede semikvantitative resultatene for ferskvann med lavest UVT (ILAB prøver med 71 og 76 % UVT per cm, Tabell 2), indikerer at 30 mJ/cm² MP-UV er tilstrekkelig for fullstendig inaktivering av IPNV ved UVT på 76 % per cm (Tabell 5), men at det var nødvendig med 71 mJ/cm² (2,4 ganger høyere dose, Tabell 3) ved 5 % lavere UVT (71 % per cm, Tabell 2). Med LP-UV måtte dosen økes fra 53 til 227 mJ/cm² (4 ganger høyere dose, Tabell 5) for tilsvarende inaktivering ved 5 % lavere UVT (71 % per cm, Tabell 4).

Kvantitativ metode (TCID₅₀)

Basert på de semikvantitative resultatene fra alle de tre første forsøkene (Tabell 3, 4 og 5), ble prøvene med laveste UVT (ILAB FV fra forsøk 1) valgt for nærmere undersøkelse med kvantitativ metode. I denne metoden ble det benyttet endepunkt kvantifisering av IPNV (titrering på cellekultur), hvor de UV-bestrålte ILAB FV-prøvene fra forsøk 1 ble fortynnet serielt og deretter sådd ut på BF-2 celler i 96-brønnplater (Ørpetveit mfl. 2008). Fem brønner for hver fortynning ble analysert og levende/infeksiøse virus ble så beregnet iht. 50 % endepunkts-titreringsmetoden (Reed & Muench 1938, Saganuwan 2011). Resultatene oppgis som den fortynningen som ga 50 % vevsinfeksjon per milliliter (TCID₅₀/ml). 

Resultatene fra TCID₅₀-metoden indikerte noe lavere UV-dose for fullstendig inaktivering av IPNV (≥4 log10) i forhold til de semikvantitative resultatene. Henholdsvis 30 versus 71 mJ/cm² med MP UV CB og 114 versus 227 mJ/cm² med LP UV CB (Figur 1).

Figur 1. UV-inaktivering av IPNV i ferskvannsprøven fra ILAB (70 % UVT per cm) med LP-UV (blå) og MP-UV (oransje), kvantifisert med endepunkts-titrering (TCID50-metoden). Y-aksen med 1, 2, 3 og 4 log10 reduksjon tilsvarer henholdsvis 90,00 %, 99,00 %, 99,90 % og 99,99 % inaktivering.

Semikvantitativ- og kvantitativ metode samsvarte likevel godt og ga forventede resultater i både de positive- og negative kontrollprøvene, men avvek noe ved lave viruskonsentrasjoner. Resultatene fra TCID₅₀-metoden indikerer at UV-doser over ca. 20 mJ/cm² MP-UV og 70 mJ/cm² LP-UV er tilstrekkelige for 99,9 % IPNV inaktivering i ferskvann med UVT på 71 % per cm (Figur 1). Dosene er for øvrig betydelig lavere enn forventet iht. litteraturen (Tabell 1). Dette viser hvor mye vannkvalitet påvirker UV-effekten. Det er for øvrig nokså vanlig å observere forskjellig inaktivering for en og samme UV-dose i parallelle studier med lik vannkvalitet og øvrige betingelser (de Matos Guerreiro 2020, Justad 2021). I tillegg gjennomføres ofte slike studier med forskjellig utstyr. Det må derfor gjennomføres flere standardiserte studier med næringsrelevante betingelser og vannkvaliteter, for å identifisere hvilke UV-doser som kreves for sikker inaktivering av fiskepatogene mikroorganismer i oppdrettsnæringen. 

Viktige momenter og foreløpige anbefalinger

Oppdrettsnæringen bruker hovedsakelig lavtrykks-UV (LP-UV) eller mellomtrykks-UV (MP-UV) for å desinfisere inntaksvann av ulik kvalitet. Disse UV-systemene har ulike egenskaper og krav til installasjon, noe som kan ha betydning for bruksområdet. Det er derfor viktig å forstå forskjellen på disse UV-systemene, kjenne vannkvaliteten som skal behandles og ta hensyn til øvrige anleggsspesifikke forhold, for best mulig drift og desinfeksjonseffekt.

Både LP-UV og MP-UV produserer lys i UVC-området. Forskjellen er at LP-UV produserer kun på én bølgelengde, 254 nm, mens MP-UV produserer lys i et bredere bølgelengdeområde, ca. 200–400 nm. UV-lys i bølgelengdeområdet 250–280 nm er best for inaktivering av mikroorganismer og spesielt lys med bølgelengde 265 nm ødelegger organismenes DNA. Begge UV-systemene produserer dermed lys med bølgelengder innenfor optimal inaktivering av mikroorganismer. LP-UV er mer effektiv da de produserer lys som i større grad skader DNA, men MP-UV er kraftigere i forhold til lampestørrelse. Det vil si at UV-systemets fysiske størrelsen som er nødvendig for tilsvarende UVC-produksjon blir forskjellig. Derfor installeres ofte LP-UV på anlegg med lavt vannbehov og MP-UV på anlegg med stort vannbehov. I tillegg påvirkes valgene av flere systemforskjeller som lengre oppvarmingstid, manglende justering av UV-intensitet og lengre levetid for LP-UV. Dermed velger oppdrettsanlegg som har behov for hyppige start/stopp og justering av UV-intensitet ift. UVT, ofte MP-UV og anlegg med behov for kontinuerlig og stabil desinfisering velger ofte LP-UV. Plasshensyn og energiforbruk bidrar også til å komplisere valget.

For å kontrollere og verifisere UV-dosen, må vannets hastighet og mengde relateres til UV-kammerets volum (kontakttid), samtidig som UV-lysets intensitet registreres. Disse parameterne måles ofte med jevnlig kalibrerte vannstrømsmålere (flowmeter) og sensorer for UV-intensitet. Sistnevnte leveres ofte med UVC-filter slik at kun lys i bølgelengdeområdet 220 til 290 nm måles. Det er derfor viktig å måle UV-transmisjonen (UVT) i vannet innenfor bølgelengdeområdet til det aktuelle UV-systemet, både før valget tas og jevnlig i driftsperioden. Ved bruk av MP-UV, bør UVT til vannet måles i området 200–300 nm og ikke bare ved 254 nm. Vann absorberer vanligvis mer UVC-lys med lave bølgelengder (<240nm) enn med høye bølgelengder, spesielt sjøvann. Dette illustreres godt i Figur 2, hvor UVT til de ulike vannprøvene som ble brukt i disse forsøkene varierer betydelig. 

Figur 2. UV-transmisjonsspekter (190-400 nm) fra alle næringsrelevante inntaksvann brukt i forsøkene og destillert vann (blank).

Det er derfor viktig å velge UV-system basert på vannkvaliteten som skal desinfiseres, samt benytte tilstrekkelig UV-dose i forhold til den aktuelle vannkvaliteten og hvilke fiskepatogene mikroorganismer som skal inaktiveres.

Referanser

Bolton, J. R., & Linden, K. G. (2003). Standardization of methods for fluence (UV dose) determination in bench-scale UV experiments. Journal of Environmental Engineering, 129(3), 209–215.

Bullock, G. L., & Stuckey, H. M. (1977). Ultraviolet treatment of water for destruction of five gram-negative bacteria pathogenic to fishes. Journal of the Fisheries Board of Canada, 34(8), 1244–1249.

De Matos Guerreiro, M. (2020). Effect of Low Pressure and Medium Pressure UV Radiation on Atlantic Salmon Pathogens’ Inactivation. Master thesis, Universidade do Algarve (Portugal). 

Justad, K. E. T. (2021). Atlantic salmon water pathogens inactivation by UV irradiation. Master thesis, The Arctic University of Norway (UiT). 

Larsen S.V., Tørud B., Hess-Erga O-K, Furseth K., Patel S. (2024). Hvordan arbeider næringen med biosikkerhet i RAS? Norsk Fiskeoppdrett Nr. 2.

Liltved, H., Hektoen, H., & Efraimsen, H. (1995). Inactivation of bacterial and viral fish pathogens by ozonation or UV irradiation in water of different salinity. Aquacultural Engineering, 14(2), 107–122.

Liltved, H., Vogelsang, C., Modahl, I., & Dannevig, B. H. (2006). High resistance of fish pathogenic viruses to UV irradiation and ozonated seawater. Aquacultural engineering, 34(2), 72–82. 

Liltved, H., Tobiesen, A., Delacroix, S., Heiaas, H., & Tryland, I. (2011). Filtration and UV treatment for ships’ ballast water management-water quality challenges and UV-dose requirements. Norwegian Institute for Water Research. IUVA News, 13(1), 17–21.

Liltved, H., & Landfald, B. (1996). Influence of liquid holding recovery and photoreactivation on survival of ultraviolet-irradiated fish pathogenic bacteria. Water research, 30(5), 1109–1114.

Morowitz, H.J. (1950). Absorption effects in volume irradiation of microorganisms. Science, 111 (2879), 229–230.

Qualls, R. G., & Johnson, J. D. (1983). Bioassay and dose measurement in UV disinfection. Applied and environmental microbiology, 45(3), 872–877.

Reed, L.J., Muench, H. (1938). A simple method of estimating fifty-percent endpoints. Am J Hyg 27:493–497.

Saganuwan, S. A. (2011). A modified arithmetical method of Reed and Muench for determination of a relatively ideal median lethal dose (LD50). Afr J Pharm Pharmacol, 5 (12), 1543–1546.

Sako, H., & Sorimachi, M. (1985). Susceptibility of fish pathogenic viruses, bacteria and fungi to ultraviolet radiation and the disinfectant effects of a UV-ozone water sterilizer. 

Smail, D. A., Grant, R., Simpson, D., Bain, N., & Hastings, T. S. (2004). Disinfectants against cultured Infectious Salmon Anaemia (ISA) virus: the virucidal effect of three iodophors, chloramine T, chlorine dioxide and peracetic acid/hydrogen peroxide/acetic acid mixture. Aquaculture, 240 (1-4), 29–38.

Tapia, D., Eissler, Y., Torres, P., Jorquera, E., Espinoza, J., & Kuznar, J. (2015). Detection and phylogenetic analysis of infectious pancreatic necrosis virus in Chile. Diseases of aquatic organisms, 116, 173–184.

Weli, S. C., Bernhardt, L.-V., Qviller, L., Dale, O. B., & Lillehaug, A. (2021). Infectious salmon anemia virus shedding from infected Atlantic salmon (Salmo salar L.)—Application of a droplet digital PCR assay for virus quantification in seawater. Viruses, 13(9), 1770

Yoshimizu, M., Takizawa, H., & Kimura, T. (1986). UV susceptibility of some fish pathogenic viruses. Fish Pathology, 21(1), 47–52. 

Ørpetveit, I., Gjøen, T., Sindre, H., & Dannevig, B. H. (2008). Binding of infectious pancreatic necrosis virus (IPNV) to membrane proteins from different fish cell lines. Archives of virology, 153(3), 485–493.

Øye, A. K., & Rimstad, E. (2001). Inactivation of infectious salmon anaemia virus, viral haemorrhagic septicaemia virus and infectious pancreatic necrosis virus in water using UVC irradiation. Diseases of aquatic organisms, 48(1), 1–5.